Тилозин - макролидный антибиотик, который используется только в ветеринарии. Активен главным образом по отношению к грамположительным и некоторым грамотрицательным микроорганизмам. Однако для ветеринарной практики наибольшее значение имеет его свойство угнетать развитие микроорганизмов плевропневмониоподобной группы (PPLO, микоплазм), причем в этом направлении он превосходит активность почти всех современных химиотерапевтических средств.
Углубленные сравнительные физико-химические и токсикологические исследования показали идентичность между тилозином производства завода Биовет, Болгария и тилозином Эланко, США. Цель настоящей работы - обратить внимание ветеринаров-специалистов на результаты и некоторые новые возможности применения тилозина для борьбы по ограничению и ликвидации микоплазмоза у кур и индеек. При разработке мер по борьбе с микоплазмозом необходимо принимать во внимание эпизоотологические особенности болезни. Известно, что передача микоплазм от больных птиц здоровым осуществляется двумя способами - путем прямого контакта (горизонтально) и через яйцо (вертикально). Для разрыва цепи: взрослые птицы - яйцо - новорожденные цыплята необходимо обратить внимание на следующие моменты:
1) уничтожение микоплазм в организме взрослой птицы до того, как они перешли в яйцо;
2) обработка зараженных яиц;
3) элиминирование микоплазм у новорожденных цыплят
4) удаление из стада всех положительных на заболевание птиц. В нашем случае мы остановимся на результатах применения тилозина только в первых двух направлениях.
Опыт по предотвращению выделения микоплазм с яйцами зараженных птиц сделали Yoder и Hofstad. Для этой цели искусственно зараженным M. gallisepticum курам вводили подкожно в течение 5 последовательных дней тилозина тартрат в дозе 50 мг/ птицу. Ни в одном из снесенных 394 яиц не были изолированы микоплазмы по сравнению с 11 из 409 яиц (2,4%) в контрольной группе.
Для уничтожения микоплазм в инфицированных яйцах предложено несколько методов. Один из них, основывающийся на термостабильности M. gallisepticum, это нагрев яиц перед инкубацией. Однако этот способ обеззараживания оказался крайне ненадежным, так как достаточно трудно достичь желаемой температуры внутри яйца без поражения зародыша. Стоенеску и Кырстец заражали куриные яйца M. gallisepticum (которая in vitro была полностью уничтожена за 4 ч при 45,5°С) и помещали их на 8-12 ч в термостат при температуре 45,5°С. После 8-часового пребывания яиц в термостате не наблюдали никакого эффекта, а после 12-часовой экспозиции свободными от микоплазм оказались 60% яиц. При опытах Sakala нагрев яиц перед инкубацией в течение 4 ч при 46°С вел к снижению выведения цыплят на 20% при успешном устранении инфекции лишь в 6,5-20% яиц, а Grimes находит, что нагрев индюшачьих яиц в течение 8 ч при 40-46°C сопровождается вымиранием большой части зародышей (на 7-й день инкубации были живы лишь 66%), причем при этой процедуре нет полного освобождения от M. gallisepticum.
Вторым методом, применяемым для уничтожения микоплазм в яйцах, является метод погружения их перед инкубацией в различные антибиотические растворы, причем для увеличения диффузии антибиотика внутрь яйца используется температурно-дифференциальный метод (нагрев яиц до температуры - чаще всего 37°С - и после этого погружение их в холодные антибиотические растворы) или метод переменного атмосферного давления (сначала давление на жидкость снижается с целью создания вакуума в воздушной камере, после чего восстанавливается до нормального уровня). Количество проникшего в яйцо антибиотика варьирует между 0,2 и 2 мг/яйцо и находится в прямой зависимости от температуры яиц перед погружением, времени погружения, концентрации антибиотического раствора, степени снижения и времени, в течение которого яйца находятся под редуцированным (восстановленным) атмосферным давлением, вида яиц (куриные абсорбируют лучше индюшачьих), возраста яиц (старые поглощают в более высокой степени, чем свежие) и не зависит от толщины скорлупы и относительной массы яиц. Чрезвычайно важным является обстоятельство, что тилозин стабилен внутри яйца на 10-й день инкубации куриных яиц, которые погружались в растворы тилозина с концентрацией 1000 ppm. Yoder и Hofstad регистрировали в желтке от 3 до 24 мг/см3, аллантоисной жидкости зародыша от 0,2 до 0,4 мг/cм3 и жидкости амниона - следы антибиотика. Подобные результаты были получены и при опытах на индюшачьих яйцах, погружаемых дважды в раствор тилозина с концентрацией 3000 ppm на 8-й день инкубации желток содержал 0,5 мг/cм3, а на 18-й день -0,05 мг/см3.
Углубленные сравнительные физико-химические и токсикологические исследования показали идентичность между тилозином производства завода Биовет, Болгария и тилозином Эланко, США. Цель настоящей работы - обратить внимание ветеринаров-специалистов на результаты и некоторые новые возможности применения тилозина для борьбы по ограничению и ликвидации микоплазмоза у кур и индеек. При разработке мер по борьбе с микоплазмозом необходимо принимать во внимание эпизоотологические особенности болезни. Известно, что передача микоплазм от больных птиц здоровым осуществляется двумя способами - путем прямого контакта (горизонтально) и через яйцо (вертикально). Для разрыва цепи: взрослые птицы - яйцо - новорожденные цыплята необходимо обратить внимание на следующие моменты:
1) уничтожение микоплазм в организме взрослой птицы до того, как они перешли в яйцо;
2) обработка зараженных яиц;
3) элиминирование микоплазм у новорожденных цыплят
4) удаление из стада всех положительных на заболевание птиц. В нашем случае мы остановимся на результатах применения тилозина только в первых двух направлениях.
Опыт по предотвращению выделения микоплазм с яйцами зараженных птиц сделали Yoder и Hofstad. Для этой цели искусственно зараженным M. gallisepticum курам вводили подкожно в течение 5 последовательных дней тилозина тартрат в дозе 50 мг/ птицу. Ни в одном из снесенных 394 яиц не были изолированы микоплазмы по сравнению с 11 из 409 яиц (2,4%) в контрольной группе.
Для уничтожения микоплазм в инфицированных яйцах предложено несколько методов. Один из них, основывающийся на термостабильности M. gallisepticum, это нагрев яиц перед инкубацией. Однако этот способ обеззараживания оказался крайне ненадежным, так как достаточно трудно достичь желаемой температуры внутри яйца без поражения зародыша. Стоенеску и Кырстец заражали куриные яйца M. gallisepticum (которая in vitro была полностью уничтожена за 4 ч при 45,5°С) и помещали их на 8-12 ч в термостат при температуре 45,5°С. После 8-часового пребывания яиц в термостате не наблюдали никакого эффекта, а после 12-часовой экспозиции свободными от микоплазм оказались 60% яиц. При опытах Sakala нагрев яиц перед инкубацией в течение 4 ч при 46°С вел к снижению выведения цыплят на 20% при успешном устранении инфекции лишь в 6,5-20% яиц, а Grimes находит, что нагрев индюшачьих яиц в течение 8 ч при 40-46°C сопровождается вымиранием большой части зародышей (на 7-й день инкубации были живы лишь 66%), причем при этой процедуре нет полного освобождения от M. gallisepticum.
Вторым методом, применяемым для уничтожения микоплазм в яйцах, является метод погружения их перед инкубацией в различные антибиотические растворы, причем для увеличения диффузии антибиотика внутрь яйца используется температурно-дифференциальный метод (нагрев яиц до температуры - чаще всего 37°С - и после этого погружение их в холодные антибиотические растворы) или метод переменного атмосферного давления (сначала давление на жидкость снижается с целью создания вакуума в воздушной камере, после чего восстанавливается до нормального уровня). Количество проникшего в яйцо антибиотика варьирует между 0,2 и 2 мг/яйцо и находится в прямой зависимости от температуры яиц перед погружением, времени погружения, концентрации антибиотического раствора, степени снижения и времени, в течение которого яйца находятся под редуцированным (восстановленным) атмосферным давлением, вида яиц (куриные абсорбируют лучше индюшачьих), возраста яиц (старые поглощают в более высокой степени, чем свежие) и не зависит от толщины скорлупы и относительной массы яиц. Чрезвычайно важным является обстоятельство, что тилозин стабилен внутри яйца на 10-й день инкубации куриных яиц, которые погружались в растворы тилозина с концентрацией 1000 ppm. Yoder и Hofstad регистрировали в желтке от 3 до 24 мг/см3, аллантоисной жидкости зародыша от 0,2 до 0,4 мг/cм3 и жидкости амниона - следы антибиотика. Подобные результаты были получены и при опытах на индюшачьих яйцах, погружаемых дважды в раствор тилозина с концентрацией 3000 ppm на 8-й день инкубации желток содержал 0,5 мг/cм3, а на 18-й день -0,05 мг/см3.
Метод погружения яиц в антибиотические растворы введен в птицеводческую практику Levine и Fabricant в 1962 г. Яйца искусственно зараженных или естественно заболевших микоплазмозом кур держали в течение 3 ч при 37°С и после этого погружали на 5-15 мин в охлажденные до 4°С растворы тилозина или эритромицина с концентрацией 1200-1500 ppm. Ни у одного из эмбрионов и цыплят, выведенных из обработанных тилозином яиц, не была изолирована M. gallisepticum и не были найдены специфические для микоплазмоза поражения воздушных камер, а все цыплята на 7-й день после выведения показали отрицательную серологическую реакцию на заболевание. Доказательством того, что цыплята действительно свободны от микоплазм, было и то, что при их заражении в 10-12-недельном возрасте E. coli и вирусом инфекционного бронхита, все они остались здоровыми и не показали положительной реакции агглютинации. Другие результаты получены при работе с растворами эритромицина, где у 12% эмбрионов и у отдельных цыплят были изолированы микоплазмы, а 30% цыплят в 10-12- недельном возрасте после провокации вышеуказанными возбудителями дали положительную реакцию агглютинации и впоследствии заболели хронической респираторной болезнью.
Однако не во всех случаях погружение яиц в антибиотические растворы сопровождалось полным освобождением их от микоплазм. Yoder и Hofstad заражали кур M. gallisepticum, при этом получали яйца, подходящие для опытных целей, которые обрабатывали в течение 15 мин растворами тилозина в концентрации 1000 ppm по температурно-дифференциальному методу. Из общего числа 2329 яиц у 11 (0,47%) были изолированы микоплазмы против 400 из 2984 (13,4%) яиц в контрольной группе. Микробиологически и серологически все цыплята, полученные из зараженных и обработанных растворами тилозина яиц, были свободны от M. gallisepticum и в исследованиях Hall et al., Singh и Singh и Debecker и De Marez, и Voeten. Несмотря на это, все цыплята в возрасте 4-8 недель дали отрицательную серологическую реакцию на микоплазмоз. Так как при погружении не достигнуто полное уничтожение микоплазм в яйцах, авторы рекомендуют этот способ как дополняющий другие способы и средства, направленные на получения свободных от микоплазм птичьих стад. С нашей точки зрения в данном случае, возможно, причина в низкой концентрации раствора тилозина, а также ранний этап исследования яиц после погружения. Как было уже упомянуто, тилозин стабилен внутри яйца и остается в активной форме до выведения цыплят, чем можно объяснить отрицательный результат серологического исследования птиц, полученных из этих яиц, в возрасте 4-8 недель. Путем погружения индюшачьих яиц в растворы тилозина с концентрациями 2500-3000 ppm Voeten и Hofstad удалось уменьшить число случаев положительных реакций агглютинации у новорожденных индюшат с 20-50% до 1,1-8%.
Однако не во всех случаях погружение яиц в антибиотические растворы сопровождалось полным освобождением их от микоплазм. Yoder и Hofstad заражали кур M. gallisepticum, при этом получали яйца, подходящие для опытных целей, которые обрабатывали в течение 15 мин растворами тилозина в концентрации 1000 ppm по температурно-дифференциальному методу. Из общего числа 2329 яиц у 11 (0,47%) были изолированы микоплазмы против 400 из 2984 (13,4%) яиц в контрольной группе. Микробиологически и серологически все цыплята, полученные из зараженных и обработанных растворами тилозина яиц, были свободны от M. gallisepticum и в исследованиях Hall et al., Singh и Singh и Debecker и De Marez, и Voeten. Несмотря на это, все цыплята в возрасте 4-8 недель дали отрицательную серологическую реакцию на микоплазмоз. Так как при погружении не достигнуто полное уничтожение микоплазм в яйцах, авторы рекомендуют этот способ как дополняющий другие способы и средства, направленные на получения свободных от микоплазм птичьих стад. С нашей точки зрения в данном случае, возможно, причина в низкой концентрации раствора тилозина, а также ранний этап исследования яиц после погружения. Как было уже упомянуто, тилозин стабилен внутри яйца и остается в активной форме до выведения цыплят, чем можно объяснить отрицательный результат серологического исследования птиц, полученных из этих яиц, в возрасте 4-8 недель. Путем погружения индюшачьих яиц в растворы тилозина с концентрациями 2500-3000 ppm Voeten и Hofstad удалось уменьшить число случаев положительных реакций агглютинации у новорожденных индюшат с 20-50% до 1,1-8%.
Значительное уменьшение числа аэросаккулитов у однодневных индюшат Kumar et al. достигли путем погружения яиц перед вылуплением на 15 мин в 1000 ppm раствор тилозина. При использовании растворов тилозина с концентрацией 715 ppm или растворов спирамицина с концентрацией 1000 ppm Bigland удалось восстановить поражение воздушных мешков соответственно на 87% и 72%. Индюшата, выведенные из таких яиц, к 6-й неделе жизни были тяжелее контрольных на 128 г. Использование раствора спирамицина несмотря на хорошие результаты неблагоприятно отразилось на выживаемости индюшат - в первые 1-7 дней жизни смертность составляла 62,4% по сравнению с 12,5% у контрольных птиц и 14,7% у индюшат, выведенных после обработки яиц растворами тилозина.
Практический интерес представляют знания, как манипуляции по обработке яиц растворами тилозина отражаются на выведении цыплят из них. Результаты в этом отношении крайне противоречивы. В то время как Levine и Fabricant, Kumar et al. и Mohamet и Bolh отмечают, что погружение куриных и индюшачьих яиц ведет к повышению выведения из них цыплят и индюшат на 5-11,3%, то Singh и Singh и Ernst et al. сообщают о уменьшении выведения на 3-7,2%. Однако, все авторы единодушны в том, что обработка яиц перед инкубацией растворами тилозина во всех случаях ведет к значительному снижению числа бракованных цыплят и индюшат в первые дни жизни и к улучшению их развития по сравнению с цыплятами, выведенными из зараженных и необработанных тилозином яиц.
Третьим способом предотвращения передачи микоплазм из яиц новорожденным цыплятам является инъекция различными антибиотиками в яйцо. Этот метод, впервые использованный Smit и Hoekstra в 1967 г. и состоит в следующем: вводятся небольшие объемы растворов антибиотиков в воздушную камеру яйца, в желточный пузырь или в алланто-амнионистический мешок эмбрионов. Причем наиболее безопасным для зародыша, легко исполняемым и наиболее результативным является впрыскивание в воздушную камеру между 7-м и 11-м днем инкубации, когда в глубине камеры развивается больше всего кровеносных сосудов, способных обеспечить резорбцию антибиотика и проникновение его в систему кровообращения зародыша. Обработка яиц тилозином за 2-3 дня до вылупления оказалась неэффективной. Согласно исследованиям Richter эмбрион в течение около 2 недель после впрыскивания остается плавать в антибиотическом растворе, а Hofstad установил, что после введения в яйца индеек 5 мг тилозина, его концентрации в желтке на 11-й и 21 день инкубации и при вылуплении равны 5 мг/см3, а в аллантоисной жидкости на 21-й день - 5 мг/см3.
Чувствительность эмбрионов к различным антибиотикам исследована Sakala, которая на 7-й день инкубации вводила в воздушную камеру по 0,1 мл растворов тилозина, эритромицина, тетрациклина, хлорамфеникола, стрептомицина и дигидрострептомицина, содержащих 0,1, 0,5, 1, 1,5, 2, 2,5 и 5 мг антибиотиков. Наименее токсичными оказались тилозин и эритромицин в дозе 2 мг/яйцо. В другом опыте тот же автор непосредственно перед инкубацией заражала куриные яйца с M. gallisepticum и на 7-й день инкубации вводила в воздушную камеру по 1,5 мг тилозина, эритромицина или стрептомицина или 0,5 мг тетрациклина. Тилозин и стрептомицин менее всех снижали процент выведения цыплят, но были единственными антибиотиками, которые полностью уничтожали микоплазмы в яйце. Выведение цыплят, редуцированное антибиотиками, в известной степени восстанавливалось после одновременного применения с рибофлавином (по 50 мг/яйцо) - для тилозина - с 61,1% до 68,5%, а для эритромицина - с 37 до 43,6%, что обуславливается улучшением оксидоредукционных процессов, которые антибиотики нарушают.
Практический интерес представляют знания, как манипуляции по обработке яиц растворами тилозина отражаются на выведении цыплят из них. Результаты в этом отношении крайне противоречивы. В то время как Levine и Fabricant, Kumar et al. и Mohamet и Bolh отмечают, что погружение куриных и индюшачьих яиц ведет к повышению выведения из них цыплят и индюшат на 5-11,3%, то Singh и Singh и Ernst et al. сообщают о уменьшении выведения на 3-7,2%. Однако, все авторы единодушны в том, что обработка яиц перед инкубацией растворами тилозина во всех случаях ведет к значительному снижению числа бракованных цыплят и индюшат в первые дни жизни и к улучшению их развития по сравнению с цыплятами, выведенными из зараженных и необработанных тилозином яиц.
Третьим способом предотвращения передачи микоплазм из яиц новорожденным цыплятам является инъекция различными антибиотиками в яйцо. Этот метод, впервые использованный Smit и Hoekstra в 1967 г. и состоит в следующем: вводятся небольшие объемы растворов антибиотиков в воздушную камеру яйца, в желточный пузырь или в алланто-амнионистический мешок эмбрионов. Причем наиболее безопасным для зародыша, легко исполняемым и наиболее результативным является впрыскивание в воздушную камеру между 7-м и 11-м днем инкубации, когда в глубине камеры развивается больше всего кровеносных сосудов, способных обеспечить резорбцию антибиотика и проникновение его в систему кровообращения зародыша. Обработка яиц тилозином за 2-3 дня до вылупления оказалась неэффективной. Согласно исследованиям Richter эмбрион в течение около 2 недель после впрыскивания остается плавать в антибиотическом растворе, а Hofstad установил, что после введения в яйца индеек 5 мг тилозина, его концентрации в желтке на 11-й и 21 день инкубации и при вылуплении равны 5 мг/см3, а в аллантоисной жидкости на 21-й день - 5 мг/см3.
Чувствительность эмбрионов к различным антибиотикам исследована Sakala, которая на 7-й день инкубации вводила в воздушную камеру по 0,1 мл растворов тилозина, эритромицина, тетрациклина, хлорамфеникола, стрептомицина и дигидрострептомицина, содержащих 0,1, 0,5, 1, 1,5, 2, 2,5 и 5 мг антибиотиков. Наименее токсичными оказались тилозин и эритромицин в дозе 2 мг/яйцо. В другом опыте тот же автор непосредственно перед инкубацией заражала куриные яйца с M. gallisepticum и на 7-й день инкубации вводила в воздушную камеру по 1,5 мг тилозина, эритромицина или стрептомицина или 0,5 мг тетрациклина. Тилозин и стрептомицин менее всех снижали процент выведения цыплят, но были единственными антибиотиками, которые полностью уничтожали микоплазмы в яйце. Выведение цыплят, редуцированное антибиотиками, в известной степени восстанавливалось после одновременного применения с рибофлавином (по 50 мг/яйцо) - для тилозина - с 61,1% до 68,5%, а для эритромицина - с 37 до 43,6%, что обуславливается улучшением оксидоредукционных процессов, которые антибиотики нарушают.
Получение свободных от M. gallisepticum индюшачьих яиц не было достигнуто посредством введения в них между 2-м и 15-м днем инкубации 2,5-5 мг тилозина тартрата - выведенные индюшата в 3-недельном возрасте показали положительную серологическую реакцию, а у 22% индеек в начале яйцекладки диагностировался аэросаккулит. Полностью здоровые индюшата выводились лишь после обработки яиц с низкой степенью обсеменения микоплазмами. Несмотря на отсутствие успеха в полной санации яиц во всех опытах наблюдали снижение числа и тяжести поражения воздушных мешков у индюшат.
Инъекция растворов тилозина в яйца в некоторых случаях сопровождалось снижением вылупляемости на 8,4-11%. По мнению Roepke сами манипуляции по выниманию яиц из инкубатора, действие света и стресс от инъекции ведут к снижению выведения цыплят на 2-5%. Метод инъекционного введения тилозина использован Richter для получения свободных от микоплазмы живых вирусных вакцин. Для этой цели в аллантоис 10-дневных куриных зародышей вводили по 1 мг тилозина. Полученные вакцины были полностью свободны от микоплазм, что впоследствии было подтверждено и при биологическом испытании биопрепаратов на здоровых цыплятах. Дешевый и удобный метод для массовой обработки куриных эмбрионов с такой же целью предлагают Tudor и Woodward.
Впрыскивание в яйца по мнению Roepke следует проводить по следующей процедуре:1) дезинфекция яйца в месте прокола (чаще всего настойкой йода); 2) прокол отверстия в скорлупе (при помощи бормашины) с диаметром 0,5 мм; 3) введение 0,15-0,2 мл антибиотического раствора и 4) закупорка отверстия расплавленным парафином и возвращение в инкубатор.
Kleven и Pomeroy, Kumar и Pomeroy, Yamamoto и Yamamoto et al. установили, что M. gallisepticum инокулируется в половые пути индеек со спермой индюков и таким образом важнейшее участие в распространении болезни принимают самцы. Локализированные в половом аппарате микоплазмы проникают в яичные фолликулы и в жидкости развивающегося яйца, при этом эмбрион заболевает и у индюшат наблюдается аэросаккулит уже при вылуплении. Kleven et al. исследовали возможность ограничения распространения инфекции путем обработки спермы до осеменения тилозином и окситетрациклином. Прибавление 1 мг/см3 по отдельности или в комбинации не оказало влияния на яйценоскость, оплодотворение яиц и их вылупляемость, но и эффект в отношении осбождения спермы от микоплазм был совсем слабым - из полового аппарата индеек и желточных пузырей индюшат регулярно изолировали микоплазмы, а у индюшат наблюдали аэросаккулит в такой же степени, как и в контрольной группе. Так что метод для предварительной обработки спермы оказался неэффективным и в настоящее время не находит применения для борьбы с инфекционным синуситом и микоплазмозом у индеек.
Обзор результатов относительно применения тилозина для ограничения распространения микоплазмоза у кур и индеек показывает, что наиболее высокая эффективность в этом направлении получается при инъекционном введении антибиотика в яйца во время их инкубации или при их погружении перед инкубацией в растворы с концентрацией 1000-3000 ppm. Наиболее дешевым и надежным оказался метод впрыскивания в воздушную камеру яйца (нет необходимости в специальных установках для создания вакуума или для охлаждения растворов) и поэтому он в настоящее время находит наиболее широкое применение в комплексе методов и средств для получения здорового птичьего стада. Незначительные потери от снижения вылупляемости в этом случае многократно компенсируется более высокой степенью выживаемости и развития цыплят и индюшат. Труднее достигается элиминирование M. gallisepticum из индюшачьих яиц, но и в этом отношении наступает значительное уменьшение числа и степени поражения воздушных мешков и синусов новорожденных индюшат. Предотвращение распространения микоплазм с яйцами в высокой степени достигается и путем предварительного подкожного введения несушкам, но из-за трудоемкости и высокой цены этот метод находит крайне ограниченное применение. Методы нагрева яиц перед инкубацией и предварительной обработки спермы индюков не нашли применения в практике главным образом из-за их низкой эффективности.
Инъекция растворов тилозина в яйца в некоторых случаях сопровождалось снижением вылупляемости на 8,4-11%. По мнению Roepke сами манипуляции по выниманию яиц из инкубатора, действие света и стресс от инъекции ведут к снижению выведения цыплят на 2-5%. Метод инъекционного введения тилозина использован Richter для получения свободных от микоплазмы живых вирусных вакцин. Для этой цели в аллантоис 10-дневных куриных зародышей вводили по 1 мг тилозина. Полученные вакцины были полностью свободны от микоплазм, что впоследствии было подтверждено и при биологическом испытании биопрепаратов на здоровых цыплятах. Дешевый и удобный метод для массовой обработки куриных эмбрионов с такой же целью предлагают Tudor и Woodward.
Впрыскивание в яйца по мнению Roepke следует проводить по следующей процедуре:1) дезинфекция яйца в месте прокола (чаще всего настойкой йода); 2) прокол отверстия в скорлупе (при помощи бормашины) с диаметром 0,5 мм; 3) введение 0,15-0,2 мл антибиотического раствора и 4) закупорка отверстия расплавленным парафином и возвращение в инкубатор.
Kleven и Pomeroy, Kumar и Pomeroy, Yamamoto и Yamamoto et al. установили, что M. gallisepticum инокулируется в половые пути индеек со спермой индюков и таким образом важнейшее участие в распространении болезни принимают самцы. Локализированные в половом аппарате микоплазмы проникают в яичные фолликулы и в жидкости развивающегося яйца, при этом эмбрион заболевает и у индюшат наблюдается аэросаккулит уже при вылуплении. Kleven et al. исследовали возможность ограничения распространения инфекции путем обработки спермы до осеменения тилозином и окситетрациклином. Прибавление 1 мг/см3 по отдельности или в комбинации не оказало влияния на яйценоскость, оплодотворение яиц и их вылупляемость, но и эффект в отношении осбождения спермы от микоплазм был совсем слабым - из полового аппарата индеек и желточных пузырей индюшат регулярно изолировали микоплазмы, а у индюшат наблюдали аэросаккулит в такой же степени, как и в контрольной группе. Так что метод для предварительной обработки спермы оказался неэффективным и в настоящее время не находит применения для борьбы с инфекционным синуситом и микоплазмозом у индеек.
Обзор результатов относительно применения тилозина для ограничения распространения микоплазмоза у кур и индеек показывает, что наиболее высокая эффективность в этом направлении получается при инъекционном введении антибиотика в яйца во время их инкубации или при их погружении перед инкубацией в растворы с концентрацией 1000-3000 ppm. Наиболее дешевым и надежным оказался метод впрыскивания в воздушную камеру яйца (нет необходимости в специальных установках для создания вакуума или для охлаждения растворов) и поэтому он в настоящее время находит наиболее широкое применение в комплексе методов и средств для получения здорового птичьего стада. Незначительные потери от снижения вылупляемости в этом случае многократно компенсируется более высокой степенью выживаемости и развития цыплят и индюшат. Труднее достигается элиминирование M. gallisepticum из индюшачьих яиц, но и в этом отношении наступает значительное уменьшение числа и степени поражения воздушных мешков и синусов новорожденных индюшат. Предотвращение распространения микоплазм с яйцами в высокой степени достигается и путем предварительного подкожного введения несушкам, но из-за трудоемкости и высокой цены этот метод находит крайне ограниченное применение. Методы нагрева яиц перед инкубацией и предварительной обработки спермы индюков не нашли применения в практике главным образом из-за их низкой эффективности.
